Nhiễm trùng ở người nhận tạng đặc

Ghép tạng đặc đã tăng lên trên toàn thế giới kể từ khi lần ghép thận người thành công đầu tiên được thực hiện vào năm 1954. Khi các thuốc ức chế miễn dịch và khả năng sống sót của ghép tạng được cải thiện, nhiễm trùng và ác tính đã trở thành rào cản chính đối với sự sống sót không bệnh sau khi ghép tạng. Do số lượng bệnh nhân suy giảm miễn dịch ngày càng tăng, cùng với sự cải thiện về khả năng sống sót và việc sử dụng các công cụ chẩn đoán tiên tiến, tỷ lệ và phổ nhiễm trùng cơ hội đã được quan sát thấy tăng lên 1-3. Phòng ngừa nhiễm trùng là chìa khóa để đạt được kết quả tuyệt vời. Đánh giá tiền ghép cung cấp dữ liệu cần thiết cho một chương trình tiêm chủng, dự phòng và giám sát cá nhân hóa ở người nhận ghép. (Xem “Đánh giá nhiễm trùng trước khi ghép tạng đặc” và “Phòng ngừa nhiễm trùng trong ghép tạng đặc” và “Tiêm chủng ở ứng viên và người nhận ghép tạng đặc”.)

Các nguy cơ nhiễm trùng và tổng quan về các nhiễm trùng cụ thể ở người nhận ghép tạng đặc sẽ được xem xét tại đây.

Đánh giá tiền ghép cho người nhận ghép tạng đặc và ghép tế bào máu (HCT), phòng ngừa nhiễm trùng ở người nhận ghép tạng đặc và HCT, và tổng quan về các nhiễm trùng sau HCT được thảo luận riêng. (Xem “Đánh giá nhiễm trùng trước khi ghép tạng đặc” và “Đánh giá nhiễm trùng trước khi ghép tế bào máu” và “Phòng ngừa nhiễm trùng trong ghép tạng đặc” và “Phòng ngừa nhiễm trùng ở người nhận ghép tế bào máu” và “Tổng quan về nhiễm trùng sau ghép tế bào máu”.)

Khi người nhận ghép có hội chứng nhiễm trùng, việc chẩn đoán sớm, cụ thể và điều trị nhanh chóng, tích cực là điều cần thiết để đạt được kết quả lâm sàng tối ưu.

Nguy cơ nhiễm trùng ở bệnh nhân ghép tạng được xác định bởi sự kết hợp giữa hai yếu tố: các phơi nhiễm dịch tễ học của cá nhân và “trạng thái ức chế miễn dịch ròng,” là một thước đo khái niệm của tất cả các yếu tố góp phần gây tính nhạy cảm (hoặc kháng cự) của cá nhân đối với nhiễm trùng 1,3,7.

Ở các khu vực địa lý thích hợp, người ta sẽ quan sát thấy các loại nấm đặc hữu (Histoplasma capsulatum, Coccidioides spp, Paracoccidioides spp, Blastomyces dermatitidis, Cryptococcus gattii) và các mầm bệnh môi trường phổ biến (ví dụ: Cryptococcus neoformans, Aspergillus spp, Cryptosporidia spp). Do đó, mặc dù các phơi nhiễm truyền nhiễm cụ thể trong cộng đồng sẽ khác nhau tùy thuộc vào các yếu tố như địa lý và tình trạng kinh tế xã hội, nhưng nguyên tắc chung rằng “những điều phổ biến xảy ra phổ biến” vẫn áp dụng cho người nhận ghép tạng. Mức độ nghiêm trọng và thời gian nhiễm trùng cũng như tần suất của nhiều quá trình đồng thời là những đặc điểm phân biệt người nhận ghép tạng với vật chủ bình thường.

Một mục tiêu quan trọng của đánh giá tiền ghép tạng là xác định các nhiễm trùng tiềm ẩn này và phát triển chiến lược phòng ngừa cho từng loại. (Xem “Đánh giá nhiễm trùng trước khi ghép tạng đặc”.)

Khi không khí, thực phẩm, thiết bị hoặc nguồn nước uống ở bệnh viện hoặc ở nhà bị ô nhiễm, các cụm nhiễm trùng có thể xảy ra.

Cả người hiến cơ quan còn sống và người hiến cơ quan đã qua đời đều được sàng lọc để tránh lây truyền một số bệnh nhiễm trùng cho người nhận ghép tạng (bảng 2). Tuy nhiên, việc lây truyền nhiễm trùng từ người hiến sang người nhận vẫn có thể xảy ra (bảng 3). Dữ liệu hỗ trợ việc lây truyền các bệnh nhiễm trùng riêng lẻ được thảo luận riêng trong các bài đánh giá chủ đề thích hợp cho từng bệnh.

Cả người hiến cơ quan đã qua đời và người hiến cơ quan còn sống đều được xét nghiệm nhiều mầm bệnh tiềm ẩn; các yêu cầu cụ thể cho cả xét nghiệm huyết thanh học (kháng thể) và xét nghiệm khuếch đại axit nucleic virus (NAAT) đối với HІV, HCV, và NBV đã được thiết lập 41. Các yêu cầu sàng lọc người hiến đối với SARS-CoV-2 cũng đã được thiết lập trong đại dịch. (Xem “COVID-19: Các vấn đề liên quan đến ghép cơ quan rắn”, phần ‘Sàng lọc tiền ghép tạng’.)

Người nhận cơ quan từ những người hiến được biết là bị nhiễm hoặc được coi là có nguy cơ cao lây truyền ΗІV, HCV, và HBV hoặc SARS-CoV-2 yêu cầu sự đồng ý có hiểu biết trước khi ghép tạng.

Một số loại nhiễm trùng từ người hiến cần được chú ý đặc biệt: nhiễm trùng huyết, nhiễm trùng bất ngờ được tăng tốc bởi ức chế miễn dịch và một số nhiễm trùng cụ thể nhất định.

Ví dụ, LCMV đã xảy ra ở những người nhận ghép nội tạng từ ba người hiến khác nhau 35. Trong quá trình điều tra hai cụm đầu tiên, LCMV đã được xác định trong mô của tất cả những người nhận ghép nội tạng từ cả hai cuộc điều tra 35. Các chủng phân lập từ mỗi cuộc điều tra là giống nhau nhưng khác biệt giữa hai đợt bùng phát. Ngược lại, những người hiến chung không có bằng chứng lâm sàng hoặc xét nghiệm về nhiễm trùng, mặc dù người hiến từ cụm năm 2005 có tiền sử tiếp xúc với chuột hamster thú cưng. Bảy trong số tám người nhận ghép đã tử vong; một người sống sót đã được điều trị bằng ribavirin và giảm ức chế miễn dịch. Một cuộc điều tra dịch tễ học, sử dụng phân tích phát sinh chủng loại của trình tự virus, cuối cùng đã truy tìm nguồn gốc của những nhiễm trùng này đến một trung tâm phân phối động vật ở Ohio.

Ba bệnh nhân ở Úc nhận thận hoặc gan từ một người hiến duy nhất đã tử vong vì bệnh sốt kèm bệnh não sau bốn đến sáu tuần ghép 42. Giải trình tự RNA thông lượng cao từ các allograft của hai bệnh nhân đã tiết lộ một loại arenavirus có liên quan đến LCMV. Những kết quả này đã được xác nhận bằng phân tích hóa mô miễn dịch của mô allograft cũng như kháng thể kháng virus immunoglobulin (Ig)M và IgG từ huyết thanh của người hiến. Ngoài ra, phản ứng chuỗi polymerase đã tiết lộ sự hiện diện của virus trong thận, gan, máu và dịch não tủy của người nhận. Người hiến vừa trở về nhà sau chuyến thăm ba tháng đến các khu vực nông thôn của Nam Tư cũ.

Nhiễm mycobacteria có thể khó điều trị hơn sau khi ghép tạng do sự tương tác giữa các thuốc kháng khuẩn được sử dụng để điều trị nhiễm trùng (ví dụ: rifampin, streptomycin, isoniazid) và thuốc ức chế miễn dịch 44.

Việc đánh giá và quản lý bệnh lao ở người nhận ghép tạng đặc được thảo luận chi tiết ở nơi khác. (Xem “Bệnh lao ở ứng viên và người nhận ghép tạng đặc”.)

Khả năng người hiến mô có tình trạng vi máu do NBV, HCV, HIV và vi-rút lymphotropic T người (HTLV) đã được đánh giá ở 11.391 người hiến mô cho năm ngân hàng mô ở Hoa Kỳ 45. Xác suất ước tính của tình trạng vi máu tại thời điểm hiến tặng mà các phương pháp huyết thanh học hiện tại không phát hiện được (do giai đoạn cửa sổ của nhiễm trùng) là 1/34.000 đối với ΗBV, 1/42.000 đối với ΗCV, 1/55.000 đối với HIV và 1/128.000 đối với HTLV. Việc sử dụng NAAT cho phép phát hiện axit nucleic vi-rút trước khi huyết thanh học dương tính và rút ngắn giai đoạn cửa sổ. NAAT được ước tính giảm xác suất vi máu xuống còn 1/100.000 đối với HBV, 1/421.000 đối với NCV và 1/173.000 đối với ΗΙV. Tuy nhiên, không có xét nghiệm nào hiện có có thể loại trừ hoàn toàn nguy cơ lây truyền qua đường nhiễm trùng, đặc biệt là trong thời gian giới hạn để sàng lọc người hiến đã qua đời trước khi ghép tạng 33.

Sự sẵn có của các tác nhân kháng vi-rút tác động trực tiếp (DAA) đối với nhiễm ΗCV và các liệu pháp kháng vi-rút hoạt tính cao đối với nhiễm HIV đã có tác động lớn đến việc sử dụng nội tạng. Ghép nội tạng từ những cá nhân bị nhiễm HΙV cho những người nhận bị nhiễm NΙV có thể được thực hiện an toàn bởi các đội ghép tạng có kinh nghiệm trong quản lý HΙV. Nội tạng từ người hiến bị nhiễm NCV đã được sử dụng ở cả những người nhận bị nhiễm ΗCV và không bị nhiễm, với liệu pháp DAA sau đó hoặc phòng ngừa 46-50. Trong một nghiên cứu tiền cứu trên 44 người nhận ghép tim và/hoặc phổi không bị nhiễm NCV, những người nhận nội tạng từ người hiến bị nhiễm NCV, việc dùng sofosbuvir-velpatasvir phòng ngừa trong bốn tuần đã ngăn ngừa sự phát triển của nhiễm NCV ở người nhận trong giai đoạn theo dõi sáu tháng ở tất cả bệnh nhân 49. Tỷ lệ đáp ứng vi sinh bền vững cao với việc sử dụng DAA phòng ngừa cũng đã được báo cáo trong các loạt ca trước đó, một loạt có giai đoạn theo dõi 12 tháng 46-48,50.

Các nhiễm HTLV có nguồn gốc từ người hiến tặng với sự phát triển sau đó của u lympho tế bào T da 51 và, hiếm gặp, bệnh tủy/liệt nửa người co cứng nhiệt đới liên quan đến HTLV-I cũng đã được báo cáo. Sàng lọc huyết thanh học người hiến nội tạng đối với HTLV không còn được yêu cầu ở Hoa Kỳ. Điều này được thảo luận chi tiết ở nơi khác. (Xem “Vi-rút lymphotropic T người loại I: Vi rút học, bệnh sinh và dịch tễ học”, phần ‘Hiến mô’.)

Tổng hợp bất kỳ yếu tố bẩm sinh, mắc phải, chuyển hóa, phẫu thuật và liên quan đến ghép tạng nào là “trạng thái ức chế miễn dịch tổng thể” của bệnh nhân. Nhiều yếu tố thường có mặt ở mỗi chủ thể. Tác động của belatacept đối với mức độ nghiêm trọng của nhiễm trùng do vi-rút, đặc biệt là CMV, là đáng chú ý. Nhiễm trùng do vi-rút khó ức chế và dai dẳng hơn với tác nhân này. Ngược lại, ức chế miễn dịch không đủ có thể gây ra hiện tượng thải ghép cấp tính với nhu cầu điều trị tích cực hơn và nguy cơ tái hoạt động của các nhiễm trùng do vi-rút (ví dụ: CMV, BKPyV) và nấm (ví dụ: Aspergillus và Mucorales spp). Việc xác định và điều chỉnh bất kỳ yếu tố nguy cơ có thể thay đổi nào là rất cần thiết để phòng ngừa và điều trị nhiễm trùng.

Năng lực miễn dịch có thể được đo lường một cách thô sơ bằng cách đếm tế bào, tần suất và mức độ nghiêm trọng của các bệnh nhiễm trùng thông thường (ví dụ: virus herpes simplex), hoặc mức độ của các vi-rút lưu hành bao gồm CMV, EBV, hoặc BKPyV 10,11. Các nghiên cứu sơ bộ kiểm tra mức độ vi-rút trong máu của virus torque teno (TTV), một anellovirus được cho là không gây bệnh, cho thấy mối tương quan nghịch với mức TTV và chức năng miễn dịch 59. Các xét nghiệm không đặc hiệu đã được giới thiệu để đánh giá khả năng mắc nhiễm trùng. Một số dựa trên việc sản xuất adenosine triphosphate nội bào để đáp ứng với kích thích sinh sản hoặc các phản ứng miễn dịch để đáp ứng với kích thích kháng nguyên của miễn dịch bẩm sinh và thích ứng 6,60,61. Các xét nghiệm này vẫn chưa được xác nhận tốt về mặt tiền cứu để dự đoán nguy cơ nhiễm trùng ở từng người nhận ghép tạng. Những tiến bộ trong việc đánh giá phản ứng của tế bào T và B đối với các mầm bệnh cụ thể, chẳng hạn như CMV, đã đạt được bằng cách sử dụng công nghệ phân loại tế bào đo mức độ phản ứng miễn dịch dành cho các mầm bệnh cụ thể 62-64.

Các phác đồ ức chế miễn dịch khác nhau giữa các trung tâm, tùy thuộc vào cơ quan được cấy ghép và quần thể bệnh nhân. Ví dụ, “giai đoạn cảm ứng” bằng cách loại bỏ T-lymphocyte có thể được áp dụng cho ghép thận từ người hiến đã qua đời nhưng có thể không được sử dụng cho ghép từ người hiến sống có quan hệ. Người nhận phổi hoặc các ca ghép không phù hợp kháng nguyên bạch cầu người có thể được nhận ức chế miễn dịch tăng cường bao gồm liệu pháp glucocorticoid hoặc plasmapheresis. Đối với ức chế miễn dịch duy trì, hầu hết người nhận đều được sử dụng một sự kết hợp các tác nhân tương đối tiêu chuẩn. (Xem “Ghép thận ở người lớn: Liệu pháp ức chế miễn dịch cảm ứng” và “Ghép thận ở người lớn: Liệu pháp ức chế miễn dịch duy trì” và “Ức chế miễn dịch duy trì sau ghép phổi”.)

Dựa trên bối cảnh này, quá trình sau cấy ghép có thể được chia thành ba giai đoạn thời gian liên quan đến nguy cơ nhiễm trùng do các mầm bệnh cụ thể: giai đoạn sớm sau cấy ghép (tháng đầu tiên), giai đoạn trung gian (từ một đến sáu tháng hoặc cho đến khi hoàn thành dự phòng), và hơn sáu đến mười hai tháng (hình 1) 1. Khi tác động đầy đủ của việc ức chế miễn dịch tích lũy theo thời gian, nguy cơ lớn nhất gây nhiễm trùng cơ hội là trong giai đoạn trung gian thứ hai. Việc tăng cường ức chế miễn dịch để điều trị thải ghép, giảm bạch cầu, giảm lympho hoặc giảm bạch cầu trung tính (ví dụ, do hóa trị hoặc tác dụng của thuốc), hoặc điều trị các quá trình viêm khác như COVID-19 hoặc rối loạn tự miễn “đặt lại đồng hồ” về giai đoạn có nguy cơ cao nhất.

Lịch trình này hữu ích theo ba cách:

Những thay đổi về loại hoặc cường độ ức chế miễn dịch làm thay đổi nguy cơ nhiễm trùng (bảng 4) và chẩn đoán phân biệt của các hội chứng nhiễm trùng.

Một số nhiễm trùng virus phổ biến (ví dụ: vi rút viêm gan B [HBV], vi rút viêm gan C [HCV]) có thể tái phát sớm sau khi ghép tạng. Lao do người nhận, mycobactérie không điển hình, histoplasmosis, hoặc toxoplasmosis có xu hướng xuất hiện sau hơn một tháng ghép tạng 66. Tái hoạt động của Strongyloides có thể đi kèm với nhiễm trùng huyết do vi khuẩn gram âm, viêm màng não hoặc viêm phổi 9.

Các tác nhân gây ra các biến chứng hậu phẫu này thường là vi khuẩn và nấm đã xâm chiếm người nhận hoặc người hiến (ví dụ: phổi và/hoặc xoang trong xơ g) trước khi ghép hoặc hệ vi sinh vật tại chỗ của bệnh viện. Sự xâm chiếm có được trước khi ghép có thể bao gồm các mầm bệnh nosocomial tương đối kháng thuốc (ví dụ: enterococcus kháng vancomycin) và các mầm bệnh như Aspergillus spp kháng với các tác nhân thông thường được sử dụng để phòng ngừa phẫu thuật 65. Bệnh nhân dùng các thuốc kháng sinh có nguy cơ cao bị viêm đại tràng do C. difficile.

Bệnh nhân ghép có nguy cơ cao bị nhiễm trùng nosocomial là những người cần hỗ trợ thông khí kéo dài hoặc những người có chức năng phổi suy giảm, cổ trướng dai dẳng, stent đường tiết niệu hoặc ống mật, hoặc có cục máu đông nội mạch hoặc mô ghép thiếu máu 56,68. Những cá nhân có chức năng ghép chậm hoặc cần tái khám/ghép lại sớm cũng có nguy cơ cao bị nhiễm trùng, đặc biệt là do nấm hoặc vi khuẩn kháng kháng sinh.

Các nhiễm trùng chính do mầm bệnh cơ hội bao gồm:

“CMV muộn” có thể xuất hiện ở những bệnh nhân đã được dùng thuốc dự phòng trong ba đến sáu tháng đầu 75,76. Các chiến lược mới đang xuất hiện để ngăn ngừa nhiễm trùng muộn, bao gồm kéo dài thuốc dự phòng hoặc theo dõi chức năng miễn dịch đặc hiệu mầm bệnh hoặc chức năng miễn dịch toàn thân như một hướng dẫn về nguy cơ nhiễm trùng 6,63. Nhiễm CMV cũng có thể phát triển ở bệnh nhân được điều trị vì thải ghép.

Những bệnh nhân có chức năng ghép tạng kém có thể cần liệu pháp ức chế miễn dịch cao hơn bình thường. Do đó, họ đại diện cho một nhóm bệnh nhân ghép tạng có nguy cơ cao nhất mắc các nhiễm trùng cơ hội bao gồm viêm phổi P. jirovecii, cryptococcosis và nocardiosis. Họ cũng có nguy cơ mắc bệnh nặng do nhiễm trùng mắc phải tại cộng đồng do cúm hoặc L. monocytogenes. Thuốc dự phòng kháng sinh kéo dài có thể được chỉ định cho nhóm bệnh nhân này. Nhóm bệnh nhân này cũng có thể mắc các bệnh nhiễm trùng không phổ biến trong giai đoạn ghép tạng muộn với các biểu hiện lâm sàng không điển hình. Các nhiễm trùng này bao gồm các loại nấm như Nocardia hoặc Rhodococcus, vi-rút bất thường (ví dụ: bệnh não đa ổ tiến triển liên quan đến JC virus), hoặc ác tính liên quan đến vi-rút (rối loạn tăng sinh sau ghép lympho hoặc ung thư biểu mô tế bào vảy của da hoặc vùng hậu môn – sinh dục). (Xem “Phòng ngừa nhiễm trùng trong ghép tạng đặc”.)

Virus, đặc biệt là cytomegalovirus (CMV), đóng vai trò là các yếu tố đồng nhân quan trọng đối với nhiều nhiễm trùng cơ hội 1,52,53. Các tác động tiềm tàng của nhiễm virus là đa dạng và không chỉ áp dụng cho CMV mà còn cho vi rút viêm gan B (ΗBV), vi rút viêm gan C (ΗCV), vi rút Epstein-Barr (EBV), và có lẽ là các vi rút thông thường khác như vi rút hợp bào hô hấp (RSV), vi rút herpes người (NΗV)-6, và adenovirus (bảng 5). Virus đóng góp vào nhiều quá trình sau ghép tạng 1,11,53,56,77,78.

Việc thực hiện xét nghiệm chẩn đoán và quản lý nhiễm trùng ở người nhận ghép phải được hướng dẫn bởi một vài nguyên tắc:

Tư vấn bệnh truyền nhiễm cải thiện kết quả ở người nhận ghép cơ quan rắn. Ví dụ, trong một nghiên cứu về người nhận ghép cơ quan rắn nhập viện vì nhiễm trùng, việc tư vấn bệnh truyền nhiễm có liên quan đến giảm tỷ lệ tử vong 28 ngày (tỷ số nguy cơ 0,33) và tỷ lệ tái nhập viện 30 ngày (17 so với 24 phần trăm) 88. Thời gian nằm viện trung vị và chi phí nhập viện không khác biệt giữa bệnh nhân được tư vấn bệnh truyền nhiễm sớm (<48 giờ) và những người không được tư vấn.

Việc đánh giá nhiễm trùng trước khi ghép cơ quan rắn được thảo luận riêng. (Xem “Đánh giá nhiễm trùng trước khi ghép cơ quan rắn”.)

Vẫn còn nhiều thách thức quan trọng trong chẩn đoán và điều trị nhiễm trùng sau ghép tạng đặc. Việc bắt đầu đánh giá chẩn đoán nhiễm trùng thường xảy ra khi các triệu chứng lâm sàng xuất hiện, điều này có thể xảy ra muộn trong quá trình bệnh ở bệnh nhân suy giảm miễn dịch. Cần có chẩn đoán vi sinh vật cụ thể để tối ưu hóa liệu pháp và tránh các độc tính không cần thiết. Các thủ thuật chẩn đoán xâm lấn thường được yêu cầu để đưa ra chẩn đoán vi sinh vật chính xác.

Các xét nghiệm phòng thí nghiệm định lượng, tiên tiến hơn sử dụng kỹ thuật phân tử hoặc phát hiện kháng nguyên là thành phần không thể thiếu trong chăm sóc ghép tạng. Những xét nghiệm này có thể quá tốn kém để sử dụng thường quy. Cần có các xét nghiệm nhanh, định lượng, hiệu quả về chi phí mà không phụ thuộc vào các thủ thuật xâm lấn để theo dõi thường quy bệnh nhân ghép tạng về nhiễm trùng và thải ghép. Các xét nghiệm đo miễn dịch đặc hiệu mầm bệnh ngày càng được sử dụng để hướng dẫn các chiến lược dự phòng; các thước đo toàn diện về chức năng miễn dịch vẫn chưa được sử dụng thường quy trong lâm sàng. Những xét nghiệm này sẽ cho phép bác sĩ cá nhân hóa các phác đồ kháng sinh dự phòng và giảm thiểu độc tính liên quan đến thuốc. Các kỹ thuật X quang tiên tiến (chụp cộng hưởng từ chức năng hoặc chụp cắt lớp phát xạ positron) ngày càng được triển khai.

Sự tiến hóa của các mầm bệnh (vi khuẩn, vi-rút, nấm) với khả năng kháng các tác nhân kháng sinh thông thường và tỷ lệ độc tính và dị ứng thuốc đã hạn chế các lựa chọn kháng sinh có sẵn cho người nhận ghép tạng. Việc giới thiệu các liệu pháp mới hơn (ví dụ: thuốc kháng vi-rút tác động trực tiếp đối với vi-rút viêm gan C, liệu pháp kháng vi-rút hoạt tính cao đối với HIV, các tác nhân mới đối với cytomegalovirus và coronavirus hô hấp cấp tính nặng 2) đã thay đổi đáng kể thực hành lâm sàng. Cần có các tác nhân kháng sinh mới cho cả phòng ngừa và điều trị.

1. Fishman JA. Infection in solid-organ transplant recipients. N Engl J Med 2007; 357:2601.
2. Fishman JA, Issa NC. Infection in organ transplantation: risk factors and evolving patterns of infection. Infect Dis Clin North Am 2010; 24:273.
3. Fishman JA. Infection in Organ Transplantation. Am J Transplant 2017; 17:856.
4. Sawyer RG, Crabtree TD, Gleason TG, et al. Impact of solid organ transplantation and immunosuppression on fever, leukocytosis, and physiologic response during bacterial and fungal infections. Clin Transplant 1999; 13:260.
5. Sparkes T, Lemonovich TL, AST Infectious Diseases Community of Practice. Interactions between anti-infective agents and immunosuppressants-Guidelines from the American Society of Transplantation Infectious Diseases Community of Practice. Clin Transplant 2019; 33:e13510.
6. Mian M, Natori Y, Ferreira V, et al. Evaluation of a Novel Global Immunity Assay to Predict Infection in Organ Transplant Recipients. Clin Infect Dis 2018; 66:1392.
7. Fishman JA. Pneumocystis carinii and parasitic infections in transplantation. Infect Dis Clin North Am 1995; 9:1005.
8. Subramanian AK, Theodoropoulos NM, Infectious Diseases Community of Practice of the American Society of Transplantation. Mycobacterium tuberculosis infections in solid organ transplantation: Guidelines from the infectious diseases community of practice of the American Society of Transplantation. Clin Transplant 2019; 33:e13513.
9. Roxby AC, Gottlieb GS, Limaye AP. Strongyloidiasis in transplant patients. Clin Infect Dis 2009; 49:1411.
10. Hirsch HH, Randhawa PS, AST Infectious Diseases Community of Practice. BK polyomavirus in solid organ transplantation-Guidelines from the American Society of Transplantation Infectious Diseases Community of Practice. Clin Transplant 2019; 33:e13528.
11. Razonable RR, Humar A. Cytomegalovirus in solid organ transplant recipients-Guidelines of the American Society of Transplantation Infectious Diseases Community of Practice. Clin Transplant 2019; 33:e13512.
12. Antinori S, Cascio A, Parravicini C, et al. Leishmaniasis among organ transplant recipients. Lancet Infect Dis 2008; 8:191.
13. Singh N, Paterson DL. Mycobacterium tuberculosis infection in solid-organ transplant recipients: impact and implications for management. Clin Infect Dis 1998; 27:1266.
14. Aguado JM, Herrero JA, Gavaldá J, et al. Clinical presentation and outcome of tuberculosis in kidney, liver, and heart transplant recipients in Spain. Spanish Transplantation Infection Study Group, GESITRA. Transplantation 1997; 63:1278.
15. Pappas PG, Alexander BD, Andes DR, et al. Invasive fungal infections among organ transplant recipients: results of the Transplant-Associated Infection Surveillance Network (TRANSNET). Clin Infect Dis 2010; 50:1101.
16. Paudel S, Zacharioudakis IM, Zervou FN, et al. Prevalence of Clostridium difficile infection among solid organ transplant recipients: a meta-analysis of published studies. PLoS One 2015; 10:e0124483.
17. Mullane KM, Dubberke ER, AST ID Community of Practice. Management of Clostridioides (formerly Clostridium) difficile infection (CDI) in solid organ transplant recipients: Guidelines from the American Society of Transplantation Community of Practice. Clin Transplant 2019; 33:e13564.
18. Angarone M, Snydman DR, AST ID Community of Practice. Diagnosis and management of diarrhea in solid-organ transplant recipients: Guidelines from the American Society of Transplantation Infectious Diseases Community of Practice. Clin Transplant 2019; 33:e13550.
19. Fishman JA, Roberts MB, Zhang EW, et al. Case 29-2020: A 66-Year-Old Man with Fever and Shortness of Breath after Liver Transplantation. N Engl J Med 2020; 383:1168.
20. Pereira MR, Mohan S, Cohen DJ, et al. COVID-19 in solid organ transplant recipients: Initial report from the US epicenter. Am J Transplant 2020; 20:1800.
21. Trapani S, Masiero L, Puoti F, et al. Incidence and outcome of SARS-CoV-2 infection on solid organ transplantation recipients: A nationwide population-based study. Am J Transplant 2021; 21:2509.
22. Roberts MB, Izzy S, Tahir Z, et al. COVID-19 in solid organ transplant recipients: Dynamics of disease progression and inflammatory markers in ICU and non-ICU admitted patients. Transpl Infect Dis 2020; 22:e13407.
23. Fishman JA, Grossi PA. Novel Coronavirus-19 (COVID-19) in the immunocompromised transplant recipient: #Flatteningthecurve. Am J Transplant 2020; 20:1765.
24. Marr KA, Platt A, Tornheim JA, et al. Aspergillosis Complicating Severe Coronavirus Disease. Emerg Infect Dis 2021; 27:18.
25. American Society of Transplantation. COVID-19 information: COVID-19 resources for transplant community. https://www.myast.org/covid-19-information (Accessed on December 04, 2023).
26. Guidance from the International Society of Heart and Lung Transplantation regarding the SARS CoV-2 pandemic. https://ishlt.org/covid-19-information (Accessed on December 04, 2023).
27. Hsu JJ, Al-Saffar F, Ardehali R, et al. Heart transplantation in the early phase of the COVID-19 pandemic: A single-center case series. Clin Transplant 2020; 34:e14042.
28. McConnell MJ, Kondo R, Kawaguchi N, Iwakiri Y. Covid-19 and Liver Injury: Role of Inflammatory Endotheliopathy, Platelet Dysfunction, and Thrombosis. Hepatol Commun 2022; 6:255.
29. Xu SW, Ilyas I, Weng JP. Endothelial dysfunction in COVID-19: an overview of evidence, biomarkers, mechanisms and potential therapies. Acta Pharmacol Sin 2023; 44:695.
30. Wolfe CR, Ison MG, AST Infectious Diseases Community of Practice. Donor-derived infections: Guidelines from the American Society of Transplantation Infectious Diseases Community of Practice. Clin Transplant 2019; 33:e13547.
31. Fishman JA, Greenwald MA, Grossi PA. Transmission of infection with human allografts: essential considerations in donor screening. Clin Infect Dis 2012; 55:720.
32. Chong PP, Razonable RR. Diagnostic and management strategies for donor-derived infections. Infect Dis Clin North Am 2013; 27:253.
33. Fishman JA, Grossi PA. Donor-derived infection–the challenge for transplant safety. Nat Rev Nephrol 2014; 10:663.
34. Kumar D, Prasad GV, Zaltzman J, et al. Community-acquired West Nile virus infection in solid-organ transplant recipients. Transplantation 2004; 77:399.
35. Fischer SA, Graham MB, Kuehnert MJ, et al. Transmission of lymphocytic choriomeningitis virus by organ transplantation. N Engl J Med 2006; 354:2235.
36. Srinivasan A, Burton EC, Kuehnert MJ, et al. Transmission of rabies virus from an organ donor to four transplant recipients. N Engl J Med 2005; 352:1103.
37. Kabbani D, Orenbuch-Harroch E, Boodman C, et al. Donor-derived bartonellosis in solid organ transplant recipients from unhoused donors in Alberta. Am J Transplant 2025; 25:417.
38. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Notes from the field: transplant-transmitted Balamuthia mandrillaris — Arizona, 2010. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 2010; 59:1182.
39. Farnon EC, Kokko KE, Budge PJ, et al. Transmission of Balamuthia mandrillaris by Organ Transplantation. Clin Infect Dis 2016; 63:878.
40. Hocevar SN, Paddock CD, Spak CW, et al. Microsporidiosis acquired through solid organ transplantation: a public health investigation. Ann Intern Med 2014; 160:213.
41. Seem DL, Lee I, Umscheid CA, et al. PHS guideline for reducing human immunodeficiency virus, hepatitis B virus, and hepatitis C virus transmission through organ transplantation. Public Health Rep 2013; 128:247.
42. Palacios G, Druce J, Du L, et al. A new arenavirus in a cluster of fatal transplant-associated diseases. N Engl J Med 2008; 358:991.
43. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Transplantation-transmitted tuberculosis–Oklahoma and Texas, 2007. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 2008; 57:333.
44. Aguado JM, Torre-Cisneros J, Fortún J, et al. Tuberculosis in solid-organ transplant recipients: consensus statement of the group for the study of infection in transplant recipients (GESITRA) of the Spanish Society of Infectious Diseases and Clinical Microbiology. Clin Infect Dis 2009; 48:1276.
45. Zou S, Dodd RY, Stramer SL, et al. Probability of viremia with HBV, HCV, HIV, and HTLV among tissue donors in the United States. N Engl J Med 2004; 351:751.
46. Reese PP, Abt PL, Blumberg EA, et al. Twelve-Month Outcomes After Transplant of Hepatitis C-Infected Kidneys Into Uninfected Recipients: A Single-Group Trial. Ann Intern Med 2018; 169:273.
47. Goldberg DS, Abt PL, Blumberg EA, et al. Trial of Transplantation of HCV-Infected Kidneys into Uninfected Recipients. N Engl J Med 2017; 376:2394.
48. Levitsky J, Verna EC, O'Leary JG, et al. Perioperative Ledipasvir-Sofosbuvir for HCV in Liver-Transplant Recipients. N Engl J Med 2016; 375:2106.
49. Woolley AE, Singh SK, Goldberg HJ, et al. Heart and Lung Transplants from HCV-Infected Donors to Uninfected Recipients. N Engl J Med 2019; 380:1606.
50. Schlendorf KH, Zalawadiya S, Shah AS, et al. Early outcomes using hepatitis C-positive donors for cardiac transplantation in the era of effective direct-acting anti-viral therapies. J Heart Lung Transplant 2018; 37:763.
51. Glowacka I, Korn K, Potthoff SA, et al. Delayed seroconversion and rapid onset of lymphoproliferative disease after transmission of human T-cell lymphotropic virus type 1 from a multiorgan donor. Clin Infect Dis 2013; 57:1417.
52. van den Berg AP, Klompmaker IJ, Haagsma EB, et al. Evidence for an increased rate of bacterial infections in liver transplant patients with cytomegalovirus infection. Clin Transplant 1996; 10:224.
53. George MJ, Snydman DR, Werner BG, et al. The independent role of cytomegalovirus as a risk factor for invasive fungal disease in orthotopic liver transplant recipients. Boston Center for Liver Transplantation CMVIG-Study Group. Cytogam, MedImmune, Inc. Gaithersburg, Maryland. Am J Med 1997; 103:106.
54. Fishman JA. Prevention of infection due to Pneumocystis carinii. Antimicrob Agents Chemother 1998; 42:995.
55. Fishman JA. Treatment of infection due to Pneumocystis carinii. Antimicrob Agents Chemother 1998; 42:1309.
56. Hadley S, Karchmer AW. Fungal infections in solid organ transplant recipients. Infect Dis Clin North Am 1995; 9:1045.
57. Collins LA, Samore MH, Roberts MS, et al. Risk factors for invasive fungal infections complicating orthotopic liver transplantation. J Infect Dis 1994; 170:644.
58. Issa NC, Fishman JA. Infectious complications of antilymphocyte therapies in solid organ transplantation. Clin Infect Dis 2009; 48:772.
59. Strassl R, Schiemann M, Doberer K, et al. Quantification of Torque Teno Virus Viremia as a Prospective Biomarker for Infectious Disease in Kidney Allograft Recipients. J Infect Dis 2018; 218:1191.
60. Ravaioli M, Neri F, Lazzarotto T, et al. Immunosuppression Modifications Based on an Immune Response Assay: Results of a Randomized, Controlled Trial. Transplantation 2015; 99:1625.
61. Serban G, Whittaker V, Fan J, et al. Significance of immune cell function monitoring in renal transplantation after Thymoglobulin induction therapy. Hum Immunol 2009; 70:882.
62. Egli A, Binet I, Binggeli S, et al. Cytomegalovirus-specific T-cell responses and viral replication in kidney transplant recipients. J Transl Med 2008; 6:29.
63. Kumar D, Chernenko S, Moussa G, et al. Cell-mediated immunity to predict cytomegalovirus disease in high-risk solid organ transplant recipients. Am J Transplant 2009; 9:1214.
64. Westall GP, Mifsud NA, Kotsimbos T. Linking CMV serostatus to episodes of CMV reactivation following lung transplantation by measuring CMV-specific CD8+ T-cell immunity. Am J Transplant 2008; 8:1749.
65. Mularoni A, Bertani A, Vizzini G, et al. Outcome of Transplantation Using Organs From Donors Infected or Colonized With Carbapenem-Resistant Gram-Negative Bacteria. Am J Transplant 2015; 15:2674.
66. Floto RA, Olivier KN, Saiman L, et al. US Cystic Fibrosis Foundation and European Cystic Fibrosis Society consensus recommendations for the management of non-tuberculous mycobacteria in individuals with cystic fibrosis: executive summary. Thorax 2016; 71:88.
67. Talbot TR, Hatcher J, Davis SF, et al. Scedosporium apiospermum pneumonia and sternal wound infection in a heart transplant recipient. Transplantation 2002; 74:1645.
68. Fishman JA. Vancomycin-resistant Enterococcus in liver transplantation: what have we left behind? Transpl Infect Dis 2003; 5:109.
69. Kalil AC, Syed A, Rupp ME, et al. Is bacteremic sepsis associated with higher mortality in transplant recipients than in nontransplant patients? A matched case-control propensity-adjusted study. Clin Infect Dis 2015; 60:216.
70. Donnelly JP, Locke JE, MacLennan PA, et al. Inpatient Mortality Among Solid Organ Transplant Recipients Hospitalized for Sepsis and Severe Sepsis. Clin Infect Dis 2016; 63:186.
71. Bocchi EA, Bellotti G, Mocelin AO, et al. Heart transplantation for chronic Chagas' heart disease. Ann Thorac Surg 1996; 61:1727.
72. Fernàndez-Sabé N, Cervera C, Fariñas MC, et al. Risk factors, clinical features, and outcomes of toxoplasmosis in solid-organ transplant recipients: a matched case-control study. Clin Infect Dis 2012; 54:355.
73. Doucette K, Fishman JA. Nontuberculous mycobacterial infection in hematopoietic stem cell and solid organ transplant recipients. Clin Infect Dis 2004; 38:1428.
74. Schorn R, Höhne M, Meerbach A, et al. Chronic norovirus infection after kidney transplantation: molecular evidence for immune-driven viral evolution. Clin Infect Dis 2010; 51:307.
75. Muheim C, Vogel G, Seydoux C, et al. Determinants of protracted cytomegalovirus infection in solid-organ transplant patients. Transplantation 2002; 74:226.
76. Humar A, LeBranchu Y, Vincenti F, et al. IMPACT study: Valganciclovir prophylaxis for until 200 Days post-transplant in high risk kidney recipients substantially reduces the incidence of CMV disease. Am J Transplant 2009; 9:248.
77. Kalil AC, Levitsky J, Lyden E, et al. Meta-analysis: the efficacy of strategies to prevent organ disease by cytomegalovirus in solid organ transplant recipients. Ann Intern Med 2005; 143:870.
78. Terrault NA, Wright TL, Pereira BJ. Hepatitis C infection in the transplant recipient. Infect Dis Clin North Am 1995; 9:943.
79. Sen P, Wilkie AR, Ji F, et al. Linking indirect effects of cytomegalovirus in transplantation to modulation of monocyte innate immune function. Sci Adv 2020; 6:eaax9856.
80. Beck S, Barrell BG. Human cytomegalovirus encodes a glycoprotein homologous to MHC class-I antigens. Nature 1988; 331:269.
81. Reinke P, Fietze E, Ode-Hakim S, et al. Late-acute renal allograft rejection and symptomless cytomegalovirus infection. Lancet 1994; 344:1737.
82. Gardner SD, MacKenzie EF, Smith C, Porter AA. Prospective study of the human polyomaviruses BK and JC and cytomegalovirus in renal transplant recipients. J Clin Pathol 1984; 37:578.
83. Randhawa PS, Finkelstein S, Scantlebury V, et al. Human polyoma virus-associated interstitial nephritis in the allograft kidney. Transplantation 1999; 67:103.
84. Singh N, Carrigan DR. Human herpesvirus-6 in transplantation: an emerging pathogen. Ann Intern Med 1996; 124:1065.
85. Eid AJ, Brown RA, Patel R, Razonable RR. Parvovirus B19 infection after transplantation: a review of 98 cases. Clin Infect Dis 2006; 43:40.
86. Falagas ME, Snydman DR, George MJ, et al. Incidence and predictors of cytomegalovirus pneumonia in orthotopic liver transplant recipients. Boston Center for Liver Transplantation CMVIG Study Group. Transplantation 1996; 61:1716.
87. Roberts MB, Fishman JA. Immunosuppressive Agents and Infectious Risk in Transplantation: Managing the "Net State of Immunosuppression". Clin Infect Dis 2021; 73:e1302.
88. Hamandi B, Husain S, Humar A, Papadimitropoulos EA. Impact of infectious disease consultation on the clinical and economic outcomes of solid organ transplant recipients admitted for infectious complications. Clin Infect Dis 2014; 59:1074.