T-B-NK+ SCID: Cơ chế bệnh sinh, biểu hiện lâm sàng và chẩn đoán

Phénhíp suy giảm miễn dịch kết hợp nặng (T-B-NK+ ЅCID) âm T, âm B, dương NK chiếm khoảng 25 đến 33 phần trăm tất cả các trường hợp SCΙD 1,2. Trừ khi được xác định bằng sàng lọc sơ sinh (NBS) hoặc tiền sử gia đình dương tính, trẻ em mắc T-B-NK+ ЅCID biểu hiện sớm trong đời bằng các nhiễm trùng nghiêm trọng đến đe dọa tính mạng, suy dinh dưỡng, số lượng và chức năng tế bào T và B thấp đến vắng mặt, và số lượng cũng như chức năng tương đối bình thường của tế bào NK.

Dạng SCΙD này có thể là do các khiếm khuyết lặn tự thể ở bất kỳ gen nào trong số nhiều gen mã hóa các protein liên quan đến tái tổ hợp gen V(D)J của thụ thể kháng nguyên. Quá trình tái tổ hợp kết hợp ngẫu nhiên các đoạn gen viable, diversity, và joining mã hóa thụ thể tế bào T (TCR) và gen immunoglobulin trong các tế bào T và B, tương ứng. Tế bào NK không có thụ thể kháng nguyên được sắp xếp lại và do đó phát triển tương đối bình thường ở bệnh nhân bị rối loạn tái tổ hợp V(D)J. Một số protein được mã hóa bởi các gen liên quan đến tái tổ hợp V(D)J cũng tham gia vào việc sửa chữa axit deoxyribonucleic (DNA) trong tất cả các tế bào của cơ thể. Các khiếm khuyết trong các gen này có liên quan đến các kiểu hình ngoài miễn dịch bao gồm tăng nhạy cảm với bức xạ ion hóa và hóa trị alkyl hóa và cũng có thể có các bất thường về tăng trưởng và phát triển.

Cơ chế bệnh sinh, biểu hiện lâm sàng và chẩn đoán của T-B-NK+ ЅCΙD được xem xét tại đây. Việc điều trị T-B-NK+ ЅCΙD được thảo luận riêng. Tổng quan về SCΙD và các dạng SCΙD khác cũng được trình bày riêng. (Xem “Suy giảm miễn dịch kết hợp nặng (SCID): Tổng quan” và “Suy giảm miễn dịch kết hợp nặng (SCID): Khiếm khuyết cụ thể” và “T-B-NK+ SCID: Quản lý”.)

SCID T-B-NK+ chiếm khoảng 20 phần trăm tổng số ca SCID ở các nước phương Tây như Hoa Kỳ, Pháp và Đức, nhưng lên tới 53 phần trăm ở một số quốc gia như Ma-rốc và Ả Rập Xê Út, nơi hôn nhân cận huyết của cha mẹ phổ biến 3-6. Tỷ lệ mắc SCID ước tính chung ở Hoa Kỳ là khoảng 1:60.000 trẻ sinh sống, dựa trên dữ liệu sàng lọc sơ sinh toàn diện (NBS) ở 10 tiểu bang cộng với Quốc gia Navajo trong khoảng thời gian bốn năm 4 và ở California trong bảy năm 7. Trong các nghiên cứu này, dạng SCID liên kết X chiếm từ 19 đến 29 phần trăm các trường hợp được xác định, trong khi phần còn lại bao gồm các dạng SCID lặn tự thể. Dựa trên các dữ liệu này, có vẻ như tỷ lệ mắc thực sự của SCID lặn tự thể gần hơn với 1:72.500, với tỷ lệ cao hơn đáng kể ở một số quần thể sáng lập. Ví dụ, tỷ lệ mắc ước tính của SCID Athabascan (SCID-A) ở các quần thể bản địa Navajo và Apache là khoảng 1:2000 trẻ sinh sống 4. (Xem “Thiếu hụt miễn dịch kết hợp nặng (SCID): Tổng quan” và “Sàng lọc sơ sinh các lỗi miễn dịch bẩm sinh”.)

Tất cả các nguyên nhân đã biết gây SCІD T-B-NK+ (bảng 1) liên quan đến các khiếm khuyết trong tái tổ hợp V(D)J của các gen thụ thể kháng nguyên trong tế bào T và B (hình 1) 8-18 (xem “Suy giảm miễn dịch kết hợp nặng (SCID): Các khiếm khuyết cụ thể”, phần về ‘SCID T-B-NK+’). Tái tổ hợp V(D)J là quá trình hệ thống miễn dịch tạo ra một bộ thụ thể tế bào T và B (TCRs và BCRs) vô cùng đa dạng, có khả năng nhận biết một số lượng lớn các mầm bệnh tiềm tàng 19,20. Các thụ thể này chứa các miền biến đổi đại diện cho phần nhận biết của mỗi phân tử thụ thể cụ thể. Sinh học cơ bản của tái tổ hợp V(D)J và di truyền TCR được xem xét ngắn gọn tại đây.

Tương tự như kháng globulin, mỗi chuỗi TCR được mã hóa bởi nhiều đoạn gen sắp xếp lại. Quá trình sắp xếp lại dẫn đến sự đa dạng hóa của các gen được lắp ráp, với mỗi tế bào trải qua các sự kiện sắp xếp lại độc đáo của riêng nó. Locus alpha, tương tự như chuỗi nhẹ của kháng globulin, chứa ba cụm gen: V alpha (biến đổi), J alpha (nối), và C alpha (hằng định) (hình 3) 22. Chuỗi beta TCR được mã hóa bởi bốn đoạn gen (V, J, và C, như trên, cộng thêm D [đa dạng]), tương tự như chuỗi nặng của kháng globulin (hình 4) 22,23. Gen gamma TCR, giống như gen alpha TCR, bao gồm ba đoạn sắp xếp lại (hình 5) 21. Chuỗi delta được tạo thành từ bốn đoạn gen (hình 6) 21. (Xem “Cấu trúc của kháng globulin”.)

Sự tiến triển có trật tự của việc tái sắp xếp đoạn gen TCR được điều chỉnh một cách phức tạp bởi cấu trúc chromatin, xác định khả năng tiếp cận các đoạn gen và trình tự tín hiệu, cũng như nhiều promoter, enhancer, và các trình tự DNA liên quan khác, những trình tự này tuyển dụng nhiều yếu tố phiên mã và liên kết 24,25.

Gen TCR sắp xếp lại thông qua các cơ chế và theo các quy tắc tương tự như gen immunoglobulin 22,24 (xem “Di truyền immunoglobulin”). Tuy nhiên, sự tổ chức và sắp xếp lại của gen immunoglobulin và gen TCR cũng có những khác biệt quan trọng:

Tái sắp xếp gen TCR không xảy ra trước khi các tiền thân tế bào T từ tủy xương đi vào tuyến ức. Các gen gamma và delta là những gen đầu tiên được tái tổ hợp và biểu hiện trong quá trình phát triển tế bào T tuyến ức ở thai nhi. Các gen beta được biểu hiện tiếp theo ở thai nhi. Các gen alpha được biểu hiện cuối cùng. Sau đó, các tế bào T mang TCR alpha-beta và gamma-delta phát triển đồng thời. Các tế bào T biểu hiện alpha beta không biểu hiện gamma delta và ngược lại. (Xem “Sự phát triển bình thường của tế bào lympho B và T”.)

Các cơ chế sắp xếp lại gen cuối cùng tạo ra một kho phổ lớn các đặc hiệu TCR riêng biệt. Quần thể T cell chủ đạo ở ngoại vi người, các tế bào biểu hiện TCR alpha-beta, chứa khoảng 10⁷ đến 10⁸ loài phân tử TCR khác nhau 26. Những tế bào này bao gồm cả các tế bào có ái lực thấp đối với mục tiêu cũng như các tế bào có ái lực cao. Ái lực của TCR đối với mục tiêu phức hợp tương thích mô chủ yếu (MHC) peptide của nó xác định các hậu quả của tương tác: hoạt hóa, trạng thái bất hoạt (anergy), hình thành tế bào trí nhớ, v.v. 27. Các yếu tố quyết định một kho phổ đầy đủ cho khả năng miễn dịch kháng khuẩn hiệu quả vẫn chưa được xác định. (Xem “Phản ứng miễn dịch tế bào thích ứng: T cell và cytokine”.)

Đối với mỗi thụ thể kháng nguyên cụ thể, có một đoạn gen V và J, và đối với chuỗi alpha và delta của TCR cùng chuỗi nặng của BCR, có một đoạn gen D được chọn ngẫu nhiên và liên kết lại với nhau thông qua một quá trình gọi là tái tổ hợp V(D)J. Các trình tự DNA được bảo tồn cao, được gọi là trình tự tín hiệu tái tổ hợp (RSSs), bao quanh tất cả các vùng mã hóa V, D và J và tạo điều kiện cho quá trình này. RSS bao gồm một motif heptamer được bảo tồn cao và một trình tự nonamer được bảo tồn, cách nhau bởi các trình tự đệm ít được bảo tồn gồm 12 hoặc 23 nucleotide. Các mảnh IgH và J sử dụng trình tự đệm 23-bp trong khi mảnh D có trình tự đệm 12-bp. Tái tổ hợp hiệu quả chỉ xảy ra giữa các RSS có độ dài khoảng cách khác nhau sao cho D có thể kết hợp với J và V trong khi V không thể kết hợp với J. Do đó, D-J tái tổ hợp trước, theo sau là V-DJ.

Trong bước ban đầu của việc sắp xếp lại V(D)J, việc tái cấu trúc cấu trúc chromatin cục bộ đưa các đoạn gen lại với nhau thành một phức hợp (hình 9). Tiếp theo là việc tạo ra các đứt gãy sợi đôi DNA (DSBs) chính xác tại các RSSs. Các đầu tín hiệu (SEs) thu được này được nối lại thành cái gọi là khớp tín hiệu (SJ), trong khi các đầu mã hóa (CEs) được nối lại thành khớp mã hóa (CJ) (hình 10). Các mảnh DNA SJ bị cắt ra tạo thành cái gọi là vòng cắt thụ thể tế bào T (TRECs), là chỉ số sản xuất tế bào T trong tuyến ức. Tương tự, việc tạo ra các chuỗi nhẹ BCR đa dạng dẫn đến vòng cắt tái tổ hợp xóa kappa (KRECs). Cả TRECs và KRECs đều không thể nhân lên trong tế bào, nhưng chúng ổn định và được tìm thấy trong máu ngoại vi của trẻ sơ sinh khỏe mạnh. Sự vắng mặt của TRECs trong các đốm máu khô của trẻ sơ sinh được sử dụng để sàng lọc trẻ sơ sinh (NBS) mắc SCID, và việc đo KRECs cũng có thể xác định trẻ sơ sinh bị thiếu tế bào B. (Xem “Sàng lọc trẻ sơ sinh các bệnh di truyền về miễn dịch”, phần ‘Sàng lọc SCID và các khiếm khuyết tế bào T khác’ và “Sàng lọc trẻ sơ sinh các bệnh di truyền về miễn dịch”, phần ‘Sàng lọc khiếm khuyết tế bào B’.)

Các protein RAG được biểu hiện trong tất cả các tiền chất lympho cũng như các tế bào T và B chưa trưởng thành. Do đó, cần có sự điều chỉnh cẩn thận để hạn chế sự tiếp cận của protein RAG chỉ với các cơ chất tái tổ hợp cụ thể 23. Đối với sự phát triển của tế bào B, locus IgH được sắp xếp lại ở giai đoạn tiền B trước khi tái tổ hợp các gen Ig kappa và Ig lambda trong các tế bào tiền B. Đối với tế bào T, các gen TCR-beta được sắp xếp lại trong các tế bào tiền T âm tính kép, trong khi các gen TCR-alpha được sắp xếp lại trong các tế bào T dương tính kép trong tuyến ức. Tính đặc hiệu dòng và thứ tự sắp xếp lại là do sự mở tuần tự của các vùng nhiễm sắc chất cục bộ cho phép các RSS cụ thể tiếp cận với recombinase V(D)J. Điều này được kiểm soát bởi nhiều quá trình bao gồm di chuyển dưới nhân, khử methyl hóa DNA, tái cấu trúc nhiễm sắc chất, biến đổi histone, biểu hiện axit ribonucleic (RNA) antisense liên gen và phiên mã dòng mầm. Khi quá trình tái tổ hợp bị ngăn chặn do thiếu bất kỳ protein thiết yếu nào bao gồm RAG1 hoặc RAG2, các tế bào tiền B và tiền T không thể trưởng thành, dẫn đến kiểu hình miễn dịch T-B-NK+ SCID.

Một báo cáo đã mô tả một nhóm nhỏ bệnh nhân mắc hội chứng T-B-NK+ SCID hoặc hội chứng Omenn có các biến thể gây bệnh giảm kiểu hình ở NudC domain-containing 3 (NUDCD3). Chức năng của protein này chưa được hiểu đầy đủ vì nó được biểu hiện rộng rãi. Tuy nhiên, nó dường như rất cần thiết cho tái tổ hợp V(D)J phụ thuộc RAG vì các bệnh nhân bị ảnh hưởng đã cho thấy sự tái tổ hợp suy giảm với tỷ lệ sử dụng đoạn gen V alpha và J alpha gần cao. Một mô hình chuột của khiếm khuyết này đã cho thấy sự gia tăng các tế bào lympho tuyến ức âm tính kép CD4-CD8, gợi ý một sự tắc nghẽn trong sự phát triển của tế bào lympho tuyến ức nơi tái tổ hợp V(D)J xảy ra. Ngoài ra, có bằng chứng cho thấy NUDCD3 là cần thiết để cho phép RAG1 thoát ra khỏi nhân và cùng định vị với RAG2 để kích hoạt hoạt động recombinase 18.

Có hai cấp độ tái tổ hợp V(D)J cần thiết để tạo ra một bộ tái tổ hợp miễn dịch đa dạng, hiệu quả và hiệu suất. Cái đầu tiên là sự sắp xếp lại đa dạng của các gen V, D và J. Cái thứ hai liên quan đến cơ chế nối các đoạn mã hóa, trong đó có sự mất hoặc thêm các nucleotide phụ. Điều này được thực hiện một phần bởi terminal deoxynucleotidyl transferase, enzyme thêm các nucleotide ngẫu nhiên tại các mối nối V-D và D-J, làm tăng đáng kể sự đa dạng của bộ tái tổ hợp miễn dịch 36. Chỉ các gen TCR tái tổ hợp với sự sắp xếp lại trong khung mới có thể tạo ra các phân tử TCR trưởng thành. Kết quả là, chỉ một phần ba các tái tổ hợp có số lượng codon 3-nucleotide nguyên vẹn là “có năng suất.”

Hội chứng Omenn thường là một SCID T-B-NK+, mặc dù nó là một SCID “rò rỉ” với việc sản xuất các tế bào T không chức năng và tế bào B thấp đến vắng mặt và do đó có thể xuất hiện là SCID T+B+NK+ hoặc một tình trạng suy giảm miễn dịch kết hợp nhẹ hơn 56. Một số biến thể gây bệnh hypomorphic của các gen SCID khác, bao gồm các gen mã hóa Artemis, thụ thể chuỗi gamma chung interleukin 2 (IL2RG), DNA ligase IV và thụ thể alpha interleukin 7 (IL7R-alpha), cũng có thể dẫn đến kiểu hình lâm sàng và miễn dịch không thể phân biệt được với hội chứng Omenn liên quan đến RAG 56,57.a (Xem ‘Các biến thể lâm sàng’ bên dưới.)

Phần lớn bệnh nhân mắc hội chứng Omenn có một allele RAG không chức năng và một allele thứ hai hoạt động kém hoặc là người đồng hợp tử với một allele hoạt động kém 53,58. Các biến thể gây bệnh hypomorphic này trong RAG1 hoặc RAG2 vẫn bảo tồn một số khả năng thực hiện tái tổ hợp V(D)J. Trong một nghiên cứu về các biến thể RAG1/2, lượng hoạt tính recombinase tương quan với sự đa dạng của kho nội dung TCR và BCR (kho nội dung TCR rất hạn chế ở hầu hết bệnh nhân) 59. Hoạt tính RAG còn sót lại cho phép sản xuất các tế bào T oligoclonal bị điều hòa kém và gây bệnh hạch, phát ban da erythroderma xâm lấn và eosinophilia. Các kiểu hình khởi phát muộn được thấy khi chức năng RAG được bảo tồn hơn, bao gồm cả những trường hợp có hiện tượng tự miễn và tổn thương da dạng hạt của tế bào T 59, suy giảm miễn dịch biến đổi phổ biến 60, và thậm chí cả lupus ban đỏ và các tình trạng giảm tế bào máu tự miễn như thiếu máu tán huyết tự miễn và giảm tiểu cầu 59,61. Các nghiên cứu multiomics trên bệnh nhân mắc hội chứng Omenn liên quan đến RAG hoặc suy giảm miễn dịch kết hợp đã chứng minh sự khác biệt phân tử giữa các kiểu hình này. Bệnh nhân mắc hội chứng Omenn có kiểu hình viêm Th2 (T helper type 2) nổi bật liên quan đến phản ứng da viêm rộng, trong khi bệnh nhân với các dạng thiếu hụt RAG hypomorphic hơn, đặc biệt là những người bị u hạt, có kiểu hình Th1 (T helper type 1) hơn 62.

Các đặc điểm lâm sàng độc đáo của hội chứng Omenn dường như là kết quả của các tế bào T hoạt hóa với kho nội dung hạn chế và tế bào B rối loạn điều hòa 63 gợi ý bệnh ghép chống vật chủ (GVHD), mặc dù mô học da không phù hợp với GVHD và không có bằng chứng về sự cấy ghép từ mẹ 64,65. (Xem ‘Các biến thể lâm sàng’ bên dưới.)

Có một số gia đình có biến thể gây bệnh hypomorphic RAG trong đó một đứa trẻ mắc hội chứng Omenn, trong khi anh chị em lại mắc SCID điển hình với kiểu hình T-B-NK+ 66. Phân tích phân tử RAG1 và RAG2 ở những đứa trẻ này đã cho thấy các biến thể gây bệnh giống hệt nhau, minh họa sự đa dạng kiểu hình được gọi là biểu hiện biến đổi 66. Những kết quả này cho thấy lý thuyết về một khiếm khuyết “rò rỉ” 56 do protein RAG hoạt động một phần không thể giải thích hoàn toàn kiểu hình hội chứng Omenn. Một khả năng là bệnh nhân có đột biến tiền gây bệnh thuận lợi cho sự phát triển của hội chứng Omenn cần một kích thích bổ sung (“cú đánh thứ hai”), ví dụ, một exoantigen hoặc autoantigen, để kích hoạt sự mở rộng của các dòng tế bào T 67. (Xem ‘Kiểu hình hội chứng Omenn’ bên dưới.)

Các biến thể gây bệnh giảm chức năng trong các gen LIG4, DNA-PKcs (PRKDC), Cernunnos/XLF (NHEJ1), và nibrin (NBS1) dẫn đến kiểu hình suy giảm miễn dịch tế bào T và B kết hợp (CID), trong đó kiểu hình lâm sàng ít nghiêm trọng hơn SCID điển hình và có thể biểu hiện dưới dạng suy tủy mà không có tiền sử nhiễm trùng đáng kể 15,17,35,49,56,80,81,83,84. Nguyên bào sợi từ bệnh nhân mắc các tình trạng này có độ nhạy cảm tăng cao với bức xạ, cho thấy một khiếm khuyết liên quan trong sửa chữa DNA. Một số biến thể gây bệnh PRKDC dẫn đến DNA-PKcs vẫn được biểu hiện nhưng bị khiếm khuyết trong việc tuyển mộ Artemis đến vị trí tổn thương DNA 15,83. Bệnh nhân có các biến thể gây bệnh trong XRCC4, một protein cốt lõi trong phức hợp NHEJ, thể hiện độ nhạy bức xạ sâu và khiếm khuyết sửa chữa DSB, nhưng tái tổ hợp V(D)J có vẻ bình thường và không có kiểu hình miễn dịch 85.

RAG1 và RAG2 nằm gần nhau và hai gen liên quan đến aniridia, gen paired box 6 (PAX6) và gen khối u Wilms 1 (WT1) 88. Một trường hợp trẻ em được báo cáo có aniridia liên quan đến phéno kiểu hội chứng Omenn do đột biến điểm ở một allele RAG1 với sự mất đoạn gen liên tục của các gen RAG2, RAG1, WT1, và PAX6 trên allele còn lại 88. Hội chứng Omenn cũng được thấy ở bệnh nhân mắc rối loạn phát sinh mạng lưới do biến thể gây bệnh của adenine kinase 2 (AK2) và có thể liên quan đến các khiếm khuyết giảm hình thái hoặc không hoàn chỉnh ở nhiều gen, khi bị loại bỏ hoàn toàn, gây ra SCID điển hình, bao gồm các biến thể gây bệnh trong Janus kinase 3 (JAK3), và protein liên kết DNA helicase miền chromodomain 7 (CHD7). Các bệnh nhân đôi khi bị mất đoạn 22q11 cũng được mô tả với các đặc điểm phù hợp với hội chứng Omenn 89-92.

Một đặc điểm lâm sàng độc đáo của ЅCΙD-A là sự hiện diện của các vết loét giống Noma (hình 1A-B), chưa được báo cáo ở bệnh nhân ART-SCІD từ các quần thể khác 95,96. Trong 18 bệnh nhân ЅCID-A được theo dõi tại một cơ sở duy nhất, 12 người đã phát triển các tổn thương loét sâu và đau ở niêm mạc miệng và/hoặc bộ phận sinh dục 93. Các nghiên cứu sâu rộng về mô sinh thiết và các nỗ lực nuôi cấy toàn diện đã không giải thích được nguyên nhân hoặc cơ chế bệnh sinh của các tổn thương, mặc dù việc phục hồi miễn dịch tế bào T sau ghép tế bào máu (NCT) có liên quan đến sự giải quyết hoàn toàn 93,95,96. (Xem “SCID T-B-NK+: Quản lý”, phần ‘Kết quả’.)

Một đặc điểm độc đáo khác được thấy ở một số bệnh nhân SCID-A là việc không phát triển răng vĩnh viễn, hiện được hiểu là liên quan đến độ nhạy bức xạ/alkylator tiềm ẩn của họ kết hợp với hóa trị điều kiện tiền ghép (và, trong một số trường hợp, bức xạ ion hóa) 97.

Sinh thiết da để thiết lập dòng tế bào nguyên bào sợi phục vụ kiểm tra độ nhạy bức xạ nên được bắt đầu ngay khi kiểu hình T-B-NK+ SCID được xác định và trong khi xét nghiệm di truyền đang diễn ra vì việc thiết lập dòng tế bào và thực hiện xét nghiệm có thể mất vài tuần. Sự chậm trễ dẫn đến chẩn đoán và ghép tủy muộn có thể dẫn đến kết quả sống sót kém hơn. (Xem ‘Đánh giá độ nhạy bức xạ’ bên dưới.)

Trẻ em có kiểu hình không điển hình với các phát ban dạng eczema, đặc biệt ở da đầu, có thể mắc hội chứng Omenn. Những trẻ có tổn thương loét sâu ở miệng hoặc vùng quanh hậu môn hoặc bộ phận sinh dục có thể mắc SCID thiếu Artemis (ART-SCID). Ngoài ra, những trẻ bị chậm tăng trưởng, suy giảm nhận thức thần kinh, các đặc điểm dị hình, giảm tiểu cầu/thiếu máu/giảm bạch cầu trung tính, và/hoặc vi đầu có thể bị thiếu hụt tiểu đơn vị xúc tác kinase protein phụ thuộc DNA (DNA-PKcs), DNA ligase IV, hoặc yếu tố giống Cernunnos/XRCC4 (XLF). (Xem ‘Dị tật di truyền và độ nhạy bức xạ’ ở trên và ‘Các biến thể lâm sàng’ ở trên và ‘Các đặc điểm bổ sung’ ở trên.)

Nếu kiểu hình tế bào lympho không điển hình của T-B-NK+ SCID (ví dụ: có tế bào T và/hoặc B, nhưng các xét nghiệm tăng sinh tế bào lympho và phản ứng kháng thể, với điều kiện bệnh nhân chưa được bắt đầu liệu pháp thay thế globulin miễn dịch và ít nhất hai tháng tuổi, là thấp hoặc vắng mặt), thì cần đánh giá bộ tái tổ hợp thụ thể tế bào T (TCR), tìm kiếm sự lệch pha với các dải oligoclonal. Những bệnh nhân này cũng nên được đánh giá về sự cấy ghép tế bào mẹ. Trẻ em mắc hội chứng Omenn (đặc biệt là những trẻ bị khuyết RAG1 hoặc RAG2) điển hình là không có sự cấy ghép tế bào T mẹ có thể phát hiện được, trong khi những trẻ bị khuyết Artemis có thể có sự cấy ghép mẹ. Kiểu hình SCID “rò rỉ” (ví dụ: T [thấp hoặc +] B [thấp hoặc +] NK+) được thấy trong một số khuyết tật liên quan đến tái tổ hợp V(D)J bao gồm RAG1, RAG2, DCLRE1C, LIG4, PRKDC, và yếu tố nối đầu không tương đồng 1 (NHEJ1), cũng như các gen SCID khác (ví dụ: IL7R, IL2RG, và AK2) 89,107. (Xem “Suy giảm miễn dịch kết hợp nặng (SCID): Tổng quan”, phần ‘Phát hiện sự cấy ghép tế bào T mẹ’.)

Nếu không tìm thấy biến thể gây bệnh, các bước tiếp theo có thể bao gồm thực hiện xét nghiệm độ nhạy bức xạ cũng như giải trình tự toàn bộ exome hoặc toàn bộ bộ gen (WES/WGS). Không phải tất cả bệnh nhân SCID đều có các khiếm khuyết đồng hợp tử hoặc dị hợp tử phức tạp rõ ràng gây hại trong một gen SCID đã biết. WES/WGS có thể xác định khiếm khuyết gen cơ bản ở những bệnh nhân mà các biến thể gây bệnh của họ không được tìm thấy bằng giải trình tự bộ gen. (Xem “Xét nghiệm di truyền ở bệnh nhân nghi ngờ thiếu máu miễn dịch nguyên phát hoặc hội chứng tự viêm”.)

Một xét nghiệm nhanh về độ nhạy hóa trị và bức xạ sẽ lý tưởng trong việc đánh giá trẻ em mới được chẩn đoán mắc SCID trước khi điều kiện hóa cho HCT, đặc biệt ở những bệnh nhân có đột biến “rò rỉ” hoặc không null, những người có thể có SCID T+B+NK+ hoặc suy giảm miễn dịch nhẹ hơn và do đó có thể không bị nghi ngờ là nhạy cảm với bức xạ 56,84. Một xét nghiệm dựa trên tế bào dòng chảy (flow cytometry) về độ nhạy bức xạ ở tế bào T, B và NK đã được phát triển và có thể tránh được nhu cầu sinh thiết da, đặc biệt khi nó được xác nhận cho tất cả các khiếm khuyết sửa chữa DNA 111. Cho đến lúc đó, tiêu chuẩn vàng để đánh giá độ nhạy bức xạ yêu cầu một dòng tế bào nguyên bào sợi từ bệnh nhân. Sau khi dòng tế bào nguyên bào sợi được tạo ra, xét nghiệm tương đối đơn giản và có thể phát hiện bệnh nhân có các khiếm khuyết tiềm năng về Artemis, DNA ligase IV, hoặc các protein sửa chữa DNA khác. Tuy nhiên, việc thu được nuôi cấy nguyên bào sợi đầy đủ thường mất từ hai đến bốn tuần, và xét nghiệm này yêu cầu thêm một đến hai tuần nữa.

Đối với trẻ em mắc SCID lặn tự thể và kiểu hình T-B-NK+, việc xác định kiểu gen các biến thể gây bệnh RAG1, RAG2, LIG4, NHEJ1, và DCLRE1C nên được thực hiện thông qua các phòng thí nghiệm thương mại trước bất kỳ quá trình điều kiện hóa nào cho HCT. Các đặc điểm lâm sàng cụ thể liên quan đến các khiếm khuyết cụ thể dẫn đến SCID nhạy bức xạ (RS-SCID) và có thể hỗ trợ xác định trẻ em có kiểu hình miễn dịch T-B-NK+ nhạy bức xạ khi không có xét nghiệm nhanh.

Trẻ em có kiểu hình tế bào miễn dịch không điển hình nên được đánh giá về tất cả các nguyên nhân gây SCID, bao gồm thiếu hụt adenosine deaminase (ADA), thiếu hụt purine nucleoside phosphorylase, và thiếu hụt alpha thụ thể interleukin 7 (IL-7R) cùng nhiều nguyên nhân khác 113. Nam giới nên được đánh giá về các khiếm khuyết IL2RG bất kể kiểu hình vì một số bệnh nhân SCID liên kết X có thể có kiểu hình SCID T+B+NK+ “rò rỉ”. (Xem “Suy giảm miễn dịch kết hợp nặng (SCID): Các khiếm khuyết cụ thể” và “Suy giảm miễn dịch kết hợp nặng liên kết X (X-SCID)”, phần ‘Bất thường xét nghiệm’.)

Chẩn đoán phân biệt của trẻ em có biểu hiện này cũng bao gồm nhiễm vi-rút suy giảm miễn dịch ở người (HIV) sơ sinh và bệnh Letterer-Siwe (histiocytosis). Xét nghiệm phản ứng chuỗi polymerase (PCR) tìm bộ gen vi-rút HIV trong máu nên được thực hiện trên tất cả trẻ em đang được đánh giá SCID. Phát ban da và bệnh toàn thân thấy ở histiocytosis có thể mô phỏng hội chứng Omenn. Sinh thiết da và việc tìm thấy hạt điển hình nên giúp phân biệt histiocytosis với SCID/hội chứng Omenn kiểu rò rỉ. (Xem “Biểu hiện lâm sàng, đặc điểm bệnh lý và chẩn đoán histiocytosis tế bào Langerhans” và “Nhiễm HIV ở trẻ em: Xét nghiệm chẩn đoán ở trẻ dưới 18 tháng tuổi”.)

Chẩn đoán phân biệt của SCID được thảo luận chi tiết hơn ở nơi khác. (Xem “Suy giảm miễn dịch kết hợp nặng (SCID): Tổng quan”, phần ‘Chẩn đoán phân biệt’.)

1. Dvorak CC, Haddad E, Buckley RH, et al. The genetic landscape of severe combined immunodeficiency in the United States and Canada in the current era (2010-2018). J Allergy Clin Immunol 2019; 143:405.
2. Lankester AC, Neven B, Mahlaoui N, et al. Hematopoietic cell transplantation in severe combined immunodeficiency: The SCETIDE 2006-2014 European cohort. J Allergy Clin Immunol 2022; 149:1744.
3. Kwan A, Church JA, Cowan MJ, et al. Newborn screening for severe combined immunodeficiency and T-cell lymphopenia in California: results of the first 2 years. J Allergy Clin Immunol 2013; 132:140.
4. Kwan A, Abraham RS, Currier R, et al. Newborn screening for severe combined immunodeficiency in 11 screening programs in the United States. JAMA 2014; 312:729.
5. Benhsaien I, Ailal F, El Bakkouri J, et al. Clinical and Immunological Features of 96 Moroccan Children with SCID Phenotype: Two Decades' Experience. J Clin Immunol 2021; 41:631.
6. Al-Saud B, Al-Mousa H, Al Gazlan S, et al. Primary Immunodeficiency Diseases in Saudi Arabia: a Tertiary Care Hospital Experience over a Period of Three Years (2010-2013). J Clin Immunol 2015; 35:651.
7. Amatuni GS, Currier RJ, Church JA, et al. Newborn Screening for Severe Combined Immunodeficiency and T-cell Lymphopenia in California, 2010-2017. Pediatrics 2019; 143.
8. Abe T, Tsuge I, Kamachi Y, et al. Evidence for defects in V(D)J rearrangements in patients with severe combined immunodeficiency. J Immunol 1994; 152:5504.
9. Schwarz K, Gauss GH, Ludwig L, et al. RAG mutations in human B cell-negative SCID. Science 1996; 274:97.
10. Moshous D, Callebaut I, de Chasseval R, et al. Artemis, a novel DNA double-strand break repair/V(D)J recombination protein, is mutated in human severe combined immune deficiency. Cell 2001; 105:177.
11. Blunt T, Gell D, Fox M, et al. Identification of a nonsense mutation in the carboxyl-terminal region of DNA-dependent protein kinase catalytic subunit in the scid mouse. Proc Natl Acad Sci U S A 1996; 93:10285.
12. Wiler R, Leber R, Moore BB, et al. Equine severe combined immunodeficiency: a defect in V(D)J recombination and DNA-dependent protein kinase activity. Proc Natl Acad Sci U S A 1995; 92:11485.
13. Meek K, Kienker L, Dallas C, et al. SCID in Jack Russell terriers: a new animal model of DNA-PKcs deficiency. J Immunol 2001; 167:2142.
14. de Villartay JP. V(D)J recombination and DNA repair: lessons from human immune deficiencies and other animal models. Curr Opin Allergy Clin Immunol 2002; 2:473.
15. van der Burg M, Ijspeert H, Verkaik NS, et al. A DNA-PKcs mutation in a radiosensitive T-B- SCID patient inhibits Artemis activation and nonhomologous end-joining. J Clin Invest 2009; 119:91.
16. Enders A, Fisch P, Schwarz K, et al. A severe form of human combined immunodeficiency due to mutations in DNA ligase IV. J Immunol 2006; 176:5060.
17. Woodbine L, Neal JA, Sasi NK, et al. PRKDC mutations in a SCID patient with profound neurological abnormalities. J Clin Invest 2013; 123:2969.
18. Chen R, Lukianova E, van der Loeff IS, et al. NUDCD3 deficiency disrupts V(D)J recombination to cause SCID and Omenn syndrome. Sci Immunol 2024; 9:eade5705.
19. Chi X, Li Y, Qiu X. V(D)J recombination, somatic hypermutation and class switch recombination of immunoglobulins: mechanism and regulation. Immunology 2020; 160:233.
20. Chiffelle J, Genolet R, Perez MA, et al. T-cell repertoire analysis and metrics of diversity and clonality. Curr Opin Biotechnol 2020; 65:284.
21. Fichtner AS, Ravens S, Prinz I. Human γδ TCR Repertoires in Health and Disease. Cells 2020; 9.
22. Davis MM, Boyd SD. Recent progress in the analysis of αβT cell and B cell receptor repertoires. Curr Opin Immunol 2019; 59:109.
23. Ebert A, Hill L, Busslinger M. Spatial Regulation of V-(D)J Recombination at Antigen Receptor Loci. Adv Immunol 2015; 128:93.
24. Krangel MS. Mechanics of T cell receptor gene rearrangement. Curr Opin Immunol 2009; 21:133.
25. Peters JM. How DNA loop extrusion mediated by cohesin enables V(D)J recombination. Curr Opin Cell Biol 2021; 70:75.
26. Arstila TP, Casrouge A, Baron V, et al. A direct estimate of the human alphabeta T cell receptor diversity. Science 1999; 286:958.
27. Turner SJ, La Gruta NL, Kedzierska K, et al. Functional implications of T cell receptor diversity. Curr Opin Immunol 2009; 21:286.
28. Kim MS, Lapkouski M, Yang W, Gellert M. Crystal structure of the V(D)J recombinase RAG1-RAG2. Nature 2015; 518:507.
29. Lieber MR. The biochemistry and biological significance of nonhomologous DNA end joining: an essential repair process in multicellular eukaryotes. Genes Cells 1999; 4:77.
30. Deriano L, Roth DB. Modernizing the nonhomologous end-joining repertoire: alternative and classical NHEJ share the stage. Annu Rev Genet 2013; 47:433.
31. Gu Y, Sekiguchi J, Gao Y, et al. Defective embryonic neurogenesis in Ku-deficient but not DNA-dependent protein kinase catalytic subunit-deficient mice. Proc Natl Acad Sci U S A 2000; 97:2668.
32. Gao Y, Sun Y, Frank KM, et al. A critical role for DNA end-joining proteins in both lymphogenesis and neurogenesis. Cell 1998; 95:891.
33. Bosma MJ, Carroll AM. The SCID mouse mutant: definition, characterization, and potential uses. Annu Rev Immunol 1991; 9:323.
34. Barnes DE, Stamp G, Rosewell I, et al. Targeted disruption of the gene encoding DNA ligase IV leads to lethality in embryonic mice. Curr Biol 1998; 8:1395.
35. Varon R, Vissinga C, Platzer M, et al. Nibrin, a novel DNA double-strand break repair protein, is mutated in Nijmegen breakage syndrome. Cell 1998; 93:467.
36. Motea EA, Berdis AJ. Terminal deoxynucleotidyl transferase: the story of a misguided DNA polymerase. Biochim Biophys Acta 2010; 1804:1151.
37. Chang HHY, Pannunzio NR, Adachi N, Lieber MR. Non-homologous DNA end joining and alternative pathways to double-strand break repair. Nat Rev Mol Cell Biol 2017; 18:495.
38. Maezawa S, Nakano S, Kuniya T, et al. Double-strand break repair based on short-homology regions is suppressed under terminal deoxynucleotidyltransferase expression, as revealed by a novel vector system for analysing DNA repair by nonhomologous end joining. FEBS Open Bio 2016; 6:16.
39. Chang HH, Lieber MR. Structure-Specific nuclease activities of Artemis and the Artemis: DNA-PKcs complex. Nucleic Acids Res 2016; 44:4991.
40. Tadi SK, Tellier-Lebègue C, Nemoz C, et al. PAXX Is an Accessory c-NHEJ Factor that Associates with Ku70 and Has Overlapping Functions with XLF. Cell Rep 2016; 17:541.
41. Li L, Moshous D, Zhou Y, et al. A founder mutation in Artemis, an SNM1-like protein, causes SCID in Athabascan-speaking Native Americans. J Immunol 2002; 168:6323.
42. Zhang X, Succi J, Feng Z, et al. Artemis is a phosphorylation target of ATM and ATR and is involved in the G2/M DNA damage checkpoint response. Mol Cell Biol 2004; 24:9207.
43. Moshous D, Li L, Chasseval R, et al. A new gene involved in DNA double-strand break repair and V(D)J recombination is located on human chromosome 10p. Hum Mol Genet 2000; 9:583.
44. Du L, van der Burg M, Popov SW, et al. Involvement of Artemis in nonhomologous end-joining during immunoglobulin class switch recombination. J Exp Med 2008; 205:3031.
45. Rivera-Munoz P, Soulas-Sprauel P, Le Guyader G, et al. Reduced immunoglobulin class switch recombination in the absence of Artemis. Blood 2009; 114:3601.
46. Critchlow SE, Bowater RP, Jackson SP. Mammalian DNA double-strand break repair protein XRCC4 interacts with DNA ligase IV. Curr Biol 1997; 7:588.
47. Mahaney BL, Meek K, Lees-Miller SP. Repair of ionizing radiation-induced DNA double-strand breaks by non-homologous end-joining. Biochem J 2009; 417:639.
48. Frank KM, Sharpless NE, Gao Y, et al. DNA ligase IV deficiency in mice leads to defective neurogenesis and embryonic lethality via the p53 pathway. Mol Cell 2000; 5:993.
49. Slatter MA, Gennery AR. Update on DNA-Double Strand Break Repair Defects in Combined Primary Immunodeficiency. Curr Allergy Asthma Rep 2020; 20:57.
50. Mahaney BL, Hammel M, Meek K, et al. XRCC4 and XLF form long helical protein filaments suitable for DNA end protection and alignment to facilitate DNA double strand break repair. Biochem Cell Biol 2013; 91:31.
51. Akopiants K, Zhou RZ, Mohapatra S, et al. Requirement for XLF/Cernunnos in alignment-based gap filling by DNA polymerases lambda and mu for nonhomologous end joining in human whole-cell extracts. Nucleic Acids Res 2009; 37:4055.
52. Saidi A, Li T, Weih F, et al. Dual functions of Nbs1 in the repair of DNA breaks and proliferation ensure proper V(D)J recombination and T-cell development. Mol Cell Biol 2010; 30:5572.
53. Villa A, Sobacchi C, Notarangelo LD, et al. V(D)J recombination defects in lymphocytes due to RAG mutations: severe immunodeficiency with a spectrum of clinical presentations. Blood 2001; 97:81.
54. Niehues T, Perez-Becker R, Schuetz C. More than just SCID–the phenotypic range of combined immunodeficiencies associated with mutations in the recombinase activating genes (RAG) 1 and 2. Clin Immunol 2010; 135:183.
55. Asai E, Wada T, Sakakibara Y, et al. Analysis of mutations and recombination activity in RAG-deficient patients. Clin Immunol 2011; 138:172.
56. Villa A, Notarangelo LD, Roifman CM. Omenn syndrome: inflammation in leaky severe combined immunodeficiency. J Allergy Clin Immunol 2008; 122:1082.
57. Grunebaum E, Bates A, Roifman CM. Omenn syndrome is associated with mutations in DNA ligase IV. J Allergy Clin Immunol 2008; 122:1219.
58. Santagata S, Villa A, Sobacchi C, et al. The genetic and biochemical basis of Omenn syndrome. Immunol Rev 2000; 178:64.
59. Lee YN, Frugoni F, Dobbs K, et al. A systematic analysis of recombination activity and genotype-phenotype correlation in human recombination-activating gene 1 deficiency. J Allergy Clin Immunol 2014; 133:1099.
60. Walter JE, Rosen LB, Csomos K, et al. Broad-spectrum antibodies against self-antigens and cytokines in RAG deficiency. J Clin Invest 2015; 125:4135.
61. Buchbinder D, Baker R, Lee YN, et al. Identification of patients with RAG mutations previously diagnosed with common variable immunodeficiency disorders. J Clin Immunol 2015; 35:119.
62. Bosticardo M, Dobbs K, Delmonte OM, et al. Multiomics dissection of human RAG deficiency reveals distinctive patterns of immune dysregulation but a common inflammatory signature. Sci Immunol 2025; 10:eadq1697.
63. Walter JE, Rucci F, Patrizi L, et al. Expansion of immunoglobulin-secreting cells and defects in B cell tolerance in Rag-dependent immunodeficiency. J Exp Med 2010; 207:1541.
64. Appleton AL, Curtis A, Wilkes J, Cant AJ. Differentiation of materno-fetal GVHD from Omenn's syndrome in pre-BMT patients with severe combined immunodeficiency. Bone Marrow Transplant 1994; 14:157.
65. Shearer WT, Dunn E, Notarangelo LD, et al. Establishing diagnostic criteria for severe combined immunodeficiency disease (SCID), leaky SCID, and Omenn syndrome: the Primary Immune Deficiency Treatment Consortium experience. J Allergy Clin Immunol 2014; 133:1092.
66. Corneo B, Moshous D, Güngör T, et al. Identical mutations in RAG1 or RAG2 genes leading to defective V(D)J recombinase activity can cause either T-B-severe combined immune deficiency or Omenn syndrome. Blood 2001; 97:2772.
67. Dalal I, Tabori U, Bielorai B, et al. Evolution of a T-B- SCID into an Omenn syndrome phenotype following parainfluenza 3 virus infection. Clin Immunol 2005; 115:70.
68. Nahas SA, Gatti RA. DNA double strand break repair defects, primary immunodeficiency disorders, and 'radiosensitivity'. Curr Opin Allergy Clin Immunol 2009; 9:510.
69. Murphy S, Hayward A, Troup G, et al. Gene enrichment in an American Indian population: an excess of severe combined immunodeficiency disease. Lancet 1980; 2:502.
70. Krauss ME. Native languages of the Americas, Sebeok TA (Ed), Plenum Press, New York 1979. p.150.
71. Kehoe AB. North American Indians: A comprehensive account, Prentice-Hall, 1981. p.449.
72. Jones JF, Ritenbaugh CK, Spence MA, Hayward A. Severe combined immunodeficiency among the Navajo. I. Characterization of phenotypes, epidemiology, and population genetics. Hum Biol 1991; 63:669.
73. Puck JM, University of California, 2014, personal communication.
74. Renfrew C. World linguistic diversity. Sci Am 1994; 270:116.
75. Li L, Drayna D, Hu D, et al. The gene for severe combined immunodeficiency disease in Athabascan-speaking Native Americans is located on chromosome 10p. Am J Hum Genet 1998; 62:136.
76. Xiao Z, Yannone SM, Dunn E, Cowan MJ. A novel missense RAG-1 mutation results in T-B-NK+ SCID in Athabascan-speaking Dine Indians from the Canadian Northwest Territories. Eur J Hum Genet 2009; 17:205.
77. O'Marcaigh AS, Puck JM, Pepper AE, et al. Maternal mosaicism for a novel interleukin-2 receptor gamma-chain mutation causing X-linked severe combined immunodeficiency in a Navajo kindred. J Clin Immunol 1997; 17:29.
78. Al-Mousa H, Al-Dakheel G, Jabr A, et al. High Incidence of Severe Combined Immunodeficiency Disease in Saudi Arabia Detected Through Combined T Cell Receptor Excision Circle and Next Generation Sequencing of Newborn Dried Blood Spots. Front Immunol 2018; 9:782.
79. Nicolas N, Moshous D, Cavazzana-Calvo M, et al. A human severe combined immunodeficiency (SCID) condition with increased sensitivity to ionizing radiations and impaired V(D)J rearrangements defines a new DNA recombination/repair deficiency. J Exp Med 1998; 188:627.
80. Cowan MJ, University of California, 2014, personal communication.
81. Woodbine L, Gennery AR, Jeggo PA. The clinical impact of deficiency in DNA non-homologous end-joining. DNA Repair (Amst) 2014; 16:84.
82. Cowan MJ, Gennery AR. Radiation-sensitive severe combined immunodeficiency: The arguments for and against conditioning before hematopoietic cell transplantation–what to do? J Allergy Clin Immunol 2015; 136:1178.
83. van der Burg M, van Dongen JJ, van Gent DC. DNA-PKcs deficiency in human: long predicted, finally found. Curr Opin Allergy Clin Immunol 2009; 9:503.
84. Cowan MJ, Puck JM, University of California, 2014, personal communication.
85. Guo C, Nakazawa Y, Woodbine L, et al. XRCC4 deficiency in human subjects causes a marked neurological phenotype but no overt immunodeficiency. J Allergy Clin Immunol 2015; 136:1007.
86. OMENN GS. FAMILIAL RETICULOENDOTHELIOSIS WITH EOSINOPHILIA. N Engl J Med 1965; 273:427.
87. Ozcan E, Notarangelo LD, Geha RS. Primary immune deficiencies with aberrant IgE production. J Allergy Clin Immunol 2008; 122:1054.
88. Sheehan WJ, Delmonte OM, Miller DT, et al. Novel presentation of Omenn syndrome in association with aniridia. J Allergy Clin Immunol 2009; 123:966.
89. Henderson LA, Frugoni F, Hopkins G, et al. First reported case of Omenn syndrome in a patient with reticular dysgenesis. J Allergy Clin Immunol 2013; 131:1227.
90. Tsilifis C, Spegarova JS, Good R, et al. Omenn Syndrome in Two Infants with Different Hypomorphic Variants in Janus Kinase 3. J Clin Immunol 2024; 44:98.
91. Gennery AR, Slatter MA, Rice J, et al. Mutations in CHD7 in patients with CHARGE syndrome cause T-B + natural killer cell + severe combined immune deficiency and may cause Omenn-like syndrome. Clin Exp Immunol 2008; 153:75.
92. Markert ML, Alexieff MJ, Li J, et al. Complete DiGeorge syndrome: development of rash, lymphadenopathy, and oligoclonal T cells in 5 cases. J Allergy Clin Immunol 2004; 113:734.
93. O'Marcaigh AS, DeSantes K, Hu D, et al. Bone marrow transplantation for T-B- severe combined immunodeficiency disease in Athabascan-speaking native Americans. Bone Marrow Transplant 2001; 27:703.
94. Kwan A, Hu D, Song M, et al. Successful newborn screening for SCID in the Navajo Nation. Clin Immunol 2015; 158:29.
95. Rotbart HA, Levin MJ, Jones JF, et al. Noma in children with severe combined immunodeficiency. J Pediatr 1986; 109:596.
96. Kwong PC, O'Marcaigh AS, Howard R, et al. Oral and genital ulceration: a unique presentation of immunodeficiency in Athabascan-speaking American Indian children with severe combined immunodeficiency. Arch Dermatol 1999; 135:927.
97. Cowan MJ, University of California San Francisco, 2021, personal communication.
98. Buck D, Malivert L, de Chasseval R, et al. Cernunnos, a novel nonhomologous end-joining factor, is mutated in human immunodeficiency with microcephaly. Cell 2006; 124:287.
99. van der Burg M, van Veelen LR, Verkaik NS, et al. A new type of radiosensitive T-B-NK+ severe combined immunodeficiency caused by a LIG4 mutation. J Clin Invest 2006; 116:137.
100. Ahnesorg P, Smith P, Jackson SP. XLF interacts with the XRCC4-DNA ligase IV complex to promote DNA nonhomologous end-joining. Cell 2006; 124:301.
101. Moshous D, Pannetier C, Chasseval Rd Rd, et al. Partial T and B lymphocyte immunodeficiency and predisposition to lymphoma in patients with hypomorphic mutations in Artemis. J Clin Invest 2003; 111:381.
102. Dvorak CC, Cowan MJ, Logan BR, et al. The natural history of children with severe combined immunodeficiency: baseline features of the first fifty patients of the primary immune deficiency treatment consortium prospective study 6901. J Clin Immunol 2013; 33:1156.
103. Kou ZC, Puhr JS, Rojas M, et al. T-Cell receptor Vbeta repertoire CDR3 length diversity differs within CD45RA and CD45RO T-cell subsets in healthy and human immunodeficiency virus-infected children. Clin Diagn Lab Immunol 2000; 7:953.
104. de Saint-Basile G, Le Deist F, de Villartay JP, et al. Restricted heterogeneity of T lymphocytes in combined immunodeficiency with hypereosinophilia (Omenn's syndrome). J Clin Invest 1991; 87:1352.
105. Cassani B, Poliani PL, Moratto D, et al. Defect of regulatory T cells in patients with Omenn syndrome. J Allergy Clin Immunol 2010; 125:209.
106. Somech R, Simon AJ, Lev A, et al. Reduced central tolerance in Omenn syndrome leads to immature self-reactive oligoclonal T cells. J Allergy Clin Immunol 2009; 124:793.
107. Pasic S, Djuricic S, Ristic G, Slavkovic B. Recombinase-activating gene 1 immunodeficiency: different immunological phenotypes in three siblings. Acta Paediatr 2009; 98:1062.
108. Haddad E, Landais P, Friedrich W, et al. Long-term immune reconstitution and outcome after HLA-nonidentical T-cell-depleted bone marrow transplantation for severe combined immunodeficiency: a European retrospective study of 116 patients. Blood 1998; 91:3646.
109. Bertrand Y, Landais P, Friedrich W, et al. Influence of severe combined immunodeficiency phenotype on the outcome of HLA non-identical, T-cell-depleted bone marrow transplantation: a retrospective European survey from the European group for bone marrow transplantation and the european society for immunodeficiency. J Pediatr 1999; 134:740.
110. Grunebaum E, Mazzolari E, Porta F, et al. Bone marrow transplantation for severe combined immune deficiency. JAMA 2006; 295:508.
111. Buchbinder D, Smith MJ, Kawahara M, et al. Application of a radiosensitivity flow assay in a patient with DNA ligase 4 deficiency. Blood Adv 2018; 2:1828.
112. Li L, Zhou Y, Wang J, et al. Prenatal diagnosis and carrier detection for Athabascan severe combined immunodeficiency disease. Prenat Diagn 2002; 22:763.
113. Griffith LM, Cowan MJ, Kohn DB, et al. Allogeneic hematopoietic cell transplantation for primary immune deficiency diseases: current status and critical needs. J Allergy Clin Immunol 2008; 122:1087.